Thermo Fisher Scientific VetMAX European BTV Typing Kit Mode d'emploi

Marque: Thermo Fisher Scientific

Modèle: VetMAX European BTV Typing Kit

Taper: Mode d'emploi

Pour usage en laboratoire.

GUIDE COMPLEMENTAIRE

VetMAX™ European BTV Typing Kit

Protocoles de purification d'acides nucléiques

En association avec la Référence BTVEUG

Partie Nº 100021150 Pub. Nº MAN0008712 Rév. B.0

Espèce(s)

Isolation des acides nucléiques à partir des matrices Test

Bovins

Petits ruminants (ovins, caprins)

Sang (en tubes EDTA)

Rate ou avorton (rate, foie, cœur) Individuel

Sommaire

Purification d'acides nucléiques à partir d'échantillons biologiques ............................................................................... 2

Contenu de ce manuel .................................................................................................................................................................................. 2

Choix des échantillons ................................................................................................................................................................................. 2

Conservation des échantillons ..................................................................................................................................................................... 2

Matériel et réactifs requis pour l’analyse non fournis dans le kit ............................................................................................................. 2

Protocoles d’extraction de l’ARN ................................................................................................................................................................. 3

Extraction de l’ARN à partir de sang EDTA ou d’organes ................................................................................................. 4

Préparation des échantillons avant extraction ........................................................................................................................................... 4

Extraction avec le MagVet™ Universal Isolation Kit ..................................................................................................................................... 5

Extraction avec le MagMAX™-96 Viral RNA Isolation Kit ............................................................................................................................. 6

Extraction avec le QIAamp™ Viral RNA Mini Kit ........................................................................................................................................... 7

Extraction avec le kit NucleoSpin™ RNA Virus ............................................................................................................................................ 8

Extraction avec le kit NucleoSpin™ 8 / 96 Virus ........................................................................................................................................... 9

Documentation et support ............................................................................................................................................. 10

Service clientèle et assistance technique ................................................................................................................................................. 10

Garantie produit limitée ............................................................................................................................................................................. 10

AVERTISSEMENT ! Lire les fiches de données de sécurité (FDS) et suivre les consignes de manipulation. Porter des lunettes

de sécurité, des gants et des vêtements appropriés. Les fiches de données de sécurité (FDS) sont disponibles à l’adresse

thermofisher.com/support.

AVERTISSEMENT ! RISQUES BIOLOGIQUES POTENTIELS. Lire les informations de sécurité relatives aux risques biologiques

du produit disponibles sur thermofisher.com. Porter des lunettes de sécurité, des gants et des vêtements appropriés.

2 VetMAX™ European BTV Typing Kit Guide Complémentaire

Purification d'acides nucléiques à partir d'échantillons biologiques

Contenu de ce manuel

Ce manuel a pour objectif de présenter des protocoles de purification des ARN viraux du virus de la Bluetongue (BTV) compatibles

avec Applied Biosystems™ VetMAX™ European BTV Typing Kit.

Choix des échantillons

Matrice Type d’analyse Quantité requise et matériel de prélèvement

Organe Individuelle 1 g de rate, foie ou cœur

Sang total Individuelle 50 µL ou 100 µL prélevés en tube EDTA(1)

(1) Dépendant du protocole d’extraction utilisé.

Conservation des échantillons

Il est nécessaire de s’assurer de la qualité des échantillons avant leur entrée dans le processus analytique.

Sang total

Le sang doit avoir été impérativement prélevé sur tube EDTA. Suite au prélèvement, maintenir entre 2°C et 8°C jusqu’à utilisation,

dans un délai maximum de 4 jours après prélèvement. Après utilisation ou passé le délai de 4 jours, congeler en dessous de −16°C

pour conservation jusqu’à 1 an ou en dessous de −70°C pour une conservation au-delà de 1 an.

Organe

Suite au prélèvement, selon le cas de figure :

• Si l’analyse est effectuée dans les 24 heures suivant le prélèvement : maintenir entre 2°C et 8°C jusqu’à utilisation.

• Si l’analyse est effectuée au-delà des 24 heures suivant le prélèvement : congeler en dessous de −16°C jusqu’à utilisation.

Dans les deux cas, après utilisation ou passé le délai de 24 heures, congeler en dessous de −16°C pour conservation jusqu’à 1 an ou en

dessous de −70°C pour une conservation au-delà de 1 an.

Matériel et réactifs requis pour l’analyse non fournis dans le kit

Sauf indication contraire, tous les produits sont disponibles sur thermofisher.com.

Matériel et réactifs nécessaires à la préparation des échantillons pour analyse

• Poste de sécurité microbiologique (PSM) de type II

• Micropipettes de précision (gamme de 1 µL à 1000 µL) avec pointes DNase/RNase-free à filtre

• Un vortex ou équivalent

• Une centrifugeuse pour microtubes de 1.5 mL et 2 mL

• Balance de précision

• Un broyeur de laboratoire pour le broyage mécanique des organes

• Microtubes DNase/RNase-free de 1.5 mL et 2 mL

• Tampon PBS 1X

• Eau DNase/RNase-free

Kits, réactifs et matériels pour l’extraction et la purification des ARN des échantillons

Tous les matériels et réactifs requis pour la préparation des échantillons pour analyse sont susceptibles d’être utilisés pour cette étape.

S’assurer en plus de disposer des éléments suivants :

• Ethanol 96–100% ou éthanol 80% selon l’extraction réalisée

• Extraction automatisée en billes magnétiques :

– MagVet™ Universal Isolation Kit (Réf. MV384)

– MagMAX™-96 Viral RNA Isolation Kit (Réf. AM1836) + isopropanol 100%

– Automate d’extraction : renseignements disponibles sur demande au Support Technique.

• Extraction manuelle sur colonnes de silice en format individuel :

– QIAamp™ Viral RNA Mini Kit (QIAGEN™) ou kit NucleoSpin™ RNA Virus (MACHEREY-NAGEL)

– Une centrifugeuse pour microtubes

• Extraction manuelle sur colonnes de silice en format plaque :

– Kit NucleoSpin™ 8 Virus ou NucleoSpin™ 96 Virus (MACHEREY-NAGEL)

– Une centrifugeuse pour plaques

VetMAX™ European BTV Typing Kit Guide Complémentaire 3

Protocoles d’extraction de l’ARN

Kits d’extraction recommandés

Organes

QIAamp™ Viral RNA Mini Kit

NucleoSpin™ RNA Virus

NucleoSpin™ 8 / 96 Virus

Sang total

MagVet™ Universal Isolation Kit

MagMAX™-96 Viral RNA Isolation Kit

QIAamp™ Viral RNA Mini Kit

NucleoSpin™ RNA Virus

NucleoSpin™ 8 / 96 Virus

4 VetMAX™ European BTV Typing Kit Guide Complémentaire

Extraction de l’ARN à partir de sang EDTA ou d’organes

Préparation des échantillons avant extraction

Sang total prélevé en tube EDTA

Le sang total prélevé sur tube EDTA est utilisable directement, sans préparation préalable à l’extraction.

L’extraction nécessite 50 µL ou 100 µL de sang selon la méthode d’extraction.

Organes

1. Disséquer finement le morceau d'organe dans une boîte de Pétri stérile à l’aide de pinces et bistouri stériles.

2. Dans un pot à prélèvement, peser 1 g de l’organe préalablement disséqué à l’aide d’une balance de précision.

3. Ajouter 10 mL d’eau physiologique ou de solution tamponnée (ex : PBS 1X).

4. Transférer le tout dans un broyeur et broyer pendant 10 à 15 secondes.

5. Transférer le broyat dans un nouveau pot à prélèvement. Prélever 1 mL de broyat et le mettre dans un microtube de 2 mL.

6. Centrifuger 2 minutes à 1000 × g à 4°C.

7. Prélever 100 µL de surnageant pour réaliser l’extraction.

VetMAX™ European BTV Typing Kit Guide Complémentaire 5

Extraction avec le MagVet™ Universal Isolation Kit

Remarques

Le protocole d’extraction sur billes magnétiques présenté est utilisable indifféremment avec les automates KingFisher™ mL et

KingFisher™ 96/Flex. En effet, seul le nombre d’échantillons traités diffère.

Ce protocole n’est utilisable que pour l’extraction à partir de sangs totaux prélevés en tubes EDTA.

Avant de commencer

• Reconstitution de la solution NM1 : Transvaser la totalité de la solution N1 (100 mL) dans la bouteille contenant la solution M1 (25 mL),

bien vortexer. Le tampon de lyse NM1 (125 mL) ainsi obtenu est stable 1 an à température ambiante.

• Reconstitution de la solution NM2+Billes : Chaque réaction requiert 20 µL de NM_LSI_Beads et 600 µL de tampon de binding NM2.

Il est conseillé de reconstituer cette solution juste avant utilisation et de ne pas la conserver ensuite. Bien homogénéiser la solution

contenant les billes en la vortexant juste avant utilisation.

• Préparer et identifier le nombre de microtubes, de barrettes d’extraction et de plaques d’extraction correspondant au nombre

d’échantillons à extraire (comprenant les témoins négatifs et positifs).

Protocole

1. Préparer les consommables pour la série d’extraction :

• Pour l’automate KingFisher™ mL : sortir le plateau coulissant de l’automate et positionner les barrettes d’extraction dessus,

pour distribution des tampons sur paillasse.

• Pour l’automate KingFisher™ 96/Flex : les tampons seront distribués dans les plaques sur paillasse.

2. Réaliser la lyse et la purification des échantillons comme décrit ci-dessous :

Position de la

barrette ou plaque Réactifs Échantillon pour analyse NCS

A / 1 Solution de lyse 250 µL de NM1 250 µL de NM1

Prise d’essai 100 µL d’échantillon —

B / 2 Solution lavage 1 600 µL de NM3 600 µL de NM3

C / 3 Solution lavage 2 600 µL de NM4 600 µL de NM4

D / 4 Solution lavage 3 600 µL d’éthanol 80% 600 µL d’éthanol 80%

E / 5 Tampon d’élution 80 µL de NM6 80 µL de NM6

3. Après distribution de ces tampons, ajouter 620 µL de solution NM2+Billes (ou 600 µL de NM2 et 20 µL de billes) pour chaque

échantillon dans le puits en position A de la barrette ou la plaque 1 (selon l’automate utilisé).

4. Positionner les peignes protecteurs des barreaux aimantés.

5. Placer les barrettes ou plaques dans l’automate.

6. Lancer le run d’extraction :

• Script NM_LSI_15prep pour l’automate KingFisher™ mL

• Script NM_LSI_RRC96 pour l’automate KingFisher™ 96/Flex

7. A la fin du run d’extraction :

a. Sur l’automate KingFisher™ mL : transférer les éluâts contenus en position E de la barrette d’extraction dans des microtubes

préalablement identifiés.

b. Sur l’automate KingFisher™ 96/Flex : recouvrir la plaque d’élution (plaque 5) avec un film adapté.

c. Jeter les autres consommables plastiques utilisés pour l’extraction (plaques, barrettes, peignes).

Maintenir les éluâts obtenus (plaque fermée ou microtube) entre 2°C et 8°C si la PCR est réalisée tout de suite ou les conserver en

dessous de −16°C.

6 VetMAX™ European BTV Typing Kit Guide Complémentaire

Extraction avec le MagMAX™-96 Viral RNA Isolation Kit

Remarques

Le protocole d’extraction sur billes magnétiques présenté ici s’utilise avec l’automate MagMAX™ Express.

Ce protocole n’est utilisable que pour l’extraction à partir de sangs totaux prélevés en tubes EDTA.

Avant de commencer

• Préparation du tampon de lyse TL : Reconstituer le tampon de lyse come décrit ci-après :

Pour 1 échantillon Pour N échantillons(1)

Lysis/Binding Solution Concentrate 70 µL N × 70 µL

Carrier RNA(2) 1 µL N × 1 µL

Vortexer brièvement

Ajouter l’isopropanol 100% 70 µL N × 70 µL

Vortexer

(1) Il est recommandé de prévoir une réaction supplémentaire par rapport au total d’extractions à réaliser (échantillons + contrôles).

(2) Le carrier RNA peut prendre un aspect visqueux une fois décongelé, ce qui rend le pipetage plus difficile. Dans ce cas, placer le tube à 37°C pendant

10 à 15 minutes, vortexer vigoureusement et centrifuger.

Une fois reconstitué, le tampon de lyse TL est stable 1 mois à température ambiante, il ne faut pas le conserver entre 2°C et 8°C

car le RNA carrier risque de précipiter. Si par erreur le TL est placé entre 2°C et 8°C, il est conseillé de l'incuber avant utilisation

10 à 15 minutes à 37°C puis de bien l'homogénéiser.

• Reconstitution du tampon lavage 1 : ajouter la quantité requise d’isopropanol 100% au flacon Wash Solution 1 Concentrate selon les

recommandations du fournisseur avant la première utilisation.

• Reconstitution du tampon lavage 2 : ajouter la quantité requise d’éthanol 96–100% au flacon Wash Solution 2 Concentrate selon les

recommandations du fournisseur avant la première utilisation.

• Reconstitution de la solution Mix Beads : Chaque réaction requiert 10 µL de RNA Binding Beads et 10 µL de Lysis/Binding Enhancer.

Il est conseillé de reconstituer cette solution juste avant utilisation et de ne pas la conserver ensuite. Bien homogénéiser par agitation

douce et placer entre 2°C et 8°C jusqu’à utilisation.

• Préparer et identifier le nombre de microtubes, de barrettes d’extraction et de plaques d’extraction correspondant au nombre

d’échantillons à extraire (comprenant les témoins négatifs et positifs).

Protocole

1. Préparer les consommables pour la série d’extraction : les tampons seront distribués dans les plaques sur paillasse.

2. Réaliser la lyse et la purification des échantillons comme décrit ci-dessous (Ajouter les composants en ligne A dans l’ordre

indiqué) :

Ligne de la

plaque Réactifs Échantillon pour analyse NCS

A Billes magnétiques 20 µL de Mix Beads 20 µL de Mix Beads

Prise d’essai 50 µL d’échantillon —

B Solution lavage 1 170 µL Tampon lavage 1 170 µL Tampon lavage 1

C Solution lavage 1 170 µL Tampon lavage 1 170 µL Tampon lavage 1

D Solution lavage 2 170 µL Tampon lavage 2 170 µL Tampon lavage 2

E Solution lavage 2 170 µL Tampon lavage 2 170 µL Tampon lavage 2

F Tampon d’élution 50 µL Tampon d’élution 50 µL Tampon d’élution

3. Après distribution de ces tampons, ajouter 140 µL de tampon de lyse TL pour chaque échantillon dans le puits en ligne A de la

plaque.

4. Positionner les peignes protecteurs des barreaux aimantés.

5. Placer les plaques dans l’automate.

6. Lancer le run d’extraction : Script AM_LSI_Express sur l’automate MagMAX™ Express.

7. A la fin du run d’extraction :

a. Transférer les éluâts contenus en ligne F de la plaque d’extraction dans la plaque de conservation des éluâts fournie dans le

kit ou dans des microtubes préalablement identifiés.

b. Jeter les autres consommables plastiques utilisés pour l’extraction (plaques, barrettes, peignes).

Maintenir les éluâts obtenus entre 2°C et 8°C si la PCR est réalisée tout de suite ou les conserver en dessous de −16°C.

VetMAX™ European BTV Typing Kit Guide Complémentaire 7

Extraction avec le QIAamp™ Viral RNA Mini Kit

Avant de commencer

• Reconstitution du Buffer AVL+Carrier : A réaliser selon les recommandations du fournisseur.

• Reconstitution Buffer AW1 et AW2 : Ajouter la quantité requise d’éthanol 96–100% selon les recommandations du fournisseur avant la

première utilisation.

• Préparer et identifier le nombre de microtubes et de colonnes correspondant au nombre d’échantillon à extraire (comprenant les témoins

négatifs et positifs).

Protocole

1. Réaliser la lyse des échantillons comme décrit ci-dessous :

Échantillon pour analyse NCS

Solution de lyse 560 µL d’AVL+Carrier 560 µL d’AVL+Carrier

Prise d’essai 100 µL d’échantillon 100 µL d’eau DNase/RNase-free

2. Vortexer immédiatement pendant 15 secondes.

3. Incuber 10 minutes à température ambiante.

4. Ajouter dans chaque tube 560 µL d’éthanol 96–100% - Vortexer immédiatement pendant 15 secondes - Centrifuger rapidement le

tube avant ouverture. On obtient le lysat de l’échantillon.

5. Prendre une mini-colonne du QIAamp™ Viral RNA Mini Kit - Identifier la colonne.

6. Transférer 630 µL du lysat de l’échantillon sur la colonne - Boucher - Centrifuger 1 minute à 10000 × g - Jeter le tube collecteur -

Conserver la colonne.

7. Transférer le reste du lysat de l’échantillon sur la même colonne - Boucher - Centrifuger 1 minute à 10000 × g - Jeter le tube

collecteur - Conserver la colonne.

8. Distribuer 500 µL de buffer AW1 (reconstitué) dans chaque colonne - Boucher - Centrifuger 1 minute à 10000 × g - Jeter le tube

collecteur - Conserver la colonne.

9. Distribuer 500 µL de buffer AW2 (reconstitué) dans chaque colonne - Boucher - Centrifuger 1 minute à 10000 × g - Jeter le tube

collecteur - Conserver la colonne.

10. Centrifuger 3 minutes à 10000 × g (pour sécher la membrane) - Jeter le tube collecteur - Conserver la colonne.

11. Placer la colonne dans un microtube de 1.5 mL - Distribuer 40 µL de buffer AVE – Boucher.

12. Incuber 1 minute à température ambiante.

13. Centrifuger 2 minutes à 6000 × g pour éluer - Jeter la colonne - Conserver le microtube.

Maintenir les éluâts obtenus entre 2°C et 8°C si la PCR est réalisée tout de suite ou les conserver en dessous de −16°C.

8 VetMAX™ European BTV Typing Kit Guide Complémentaire

Extraction avec le kit NucleoSpin™ RNA Virus

Avant de commencer

• Reconstitution du Buffer RAV1+Carrier : A réaliser selon les recommandations du fournisseur.

• Reconstitution Buffer RAV3 : Ajouter la quantité requise d’éthanol 96–100% selon les recommandations du fournisseur avant la

première utilisation.

• Préparer et identifier le nombre de microtubes et de colonnes correspondant au nombre d’échantillon à extraire (comprenant les témoins

négatifs et positifs).

Protocole

1. Réaliser la lyse des échantillons comme décrit ci-dessous :

Échantillon pour analyse NCS

Solution de lyse 560 µL de RAV1+Carrier 560 µL de RAV1+Carrier

Prise d’essai 100 µL d’échantillon 100 µL d’eau DNase/RNase-free

2. Vortexer immédiatement pendant 15 secondes.

3. Incuber 10 minutes à température ambiante (en cas de sang coagulé, incuber 10 minutes à 70°C).

4. Ajouter dans chaque tube 560 µL d’éthanol 96–100% - Vortexer immédiatement pendant 15 secondes - Centrifuger rapidement le

tube avant ouverture. On obtient le lysat de l’échantillon.

5. Prendre une mini-colonne du kit NucleoSpin™ RNA Virus - Identifier la colonne.

6. Transférer 630 µL du lysat de l’échantillon sur la colonne - Boucher - Centrifuger 1 minute à 10000 × g - Jeter le tube collecteur -

Conserver la colonne.

7. Transférer le reste du lysat de l’échantillon sur la même colonne - Boucher - Centrifuger 1 minute à 10000 × g - Jeter le tube

collecteur - Conserver la colonne.

8. Distribuer 500 µL de buffer RAW dans chaque colonne - Boucher - Centrifuger 1 minute à 10000 × g - Jeter le tube collecteur -

Conserver la colonne.

9. Distribuer 630 µL de buffer RAV3 (reconstitué) dans chaque colonne - Boucher - Centrifuger 1 minute à 10000 × g - Jeter le tube

collecteur - Conserver la colonne.

10. Centrifuger 3 minutes à 10000 × g (pour sécher la membrane) - Jeter le tube collecteur - Conserver la colonne.

11. Placer la colonne dans un microtube de 1.5 mL - Distribuer 50 µL d’eau DNase/RNase-free – Boucher.

12. Incuber 1 minute à température ambiante.

13. Centrifuger 1 minute à 10000 × g pour éluer - Jeter la colonne - Conserver le microtube.

Maintenir les éluâts obtenus entre 2°C et 8°C si la PCR est réalisée tout de suite ou les conserver en dessous de −16°C.

VetMAX™ European BTV Typing Kit Guide Complémentaire 9

Extraction avec le kit NucleoSpin™ 8 / 96 Virus

Remarques

Les extractions avec les kits NucleoSpin™ 8 Virus et NucleoSpin™ 96 Virus sont similaires, seul le format des colonnes diffère : en

barrettes de 8 colonnes ou en plaque de 96 colonnes.

Avant de commencer

• Reconstitution du Buffer RAV1+Carrier : A réaliser selon les recommandations du fournisseur.

• Reconstitution Buffer RAV3 : Ajouter la quantité requise d’éthanol 96–100% selon les recommandations du fournisseur avant la

première utilisation.

• Reconstitution de la protéinase K : ajouter la quantité requise de buffer PB selon les recommandations du fournisseur avant la première

utilisation.

• Préparer et identifier les barrettes ou plaque de lyse, ainsi que les colonnes de silice en format barrettes ou plaque correspondant au

nombre d’échantillon à extraire (comprenant les témoins négatifs et positifs).

Protocole

1. Réaliser la lyse des échantillons dans des barrettes de lyse (Rack of tube strips) ou plaque de lyse (MN Round-Well Block) comme

décrit ci-dessous :

Échantillon pour analyse NCS

Solution de lyse 400 µL de RAV1+Carrier 400 µL de RAV1+Carrier

20 µL de protéinase K 20 µL de protéinase K

Prise d’essai 100 µL d’échantillon 100 µL d’eau DNase/RNase-free

2. Homogénéiser en pipetant 4 à 5 fois - Fermer avec des bouchons.

3. Incuber 10 minutes à 70°C. Centrifuger rapidement avant ouverture.

4. Distribuer dans un MN Square-Well Block 400 µL d’éthanol 96–100% - Transférer les lysats obtenus à l’étape précédente dans

l’éthanol 96–100% - Homogénéiser en pipetant 4 à 5 fois - On obtient le lysat de l’échantillon.

5. Prendre les colonnes du kit NucleoSpin™ 8 / 96 Virus, en format barrette (NucleoSpin™ Virus Binding Strips) ou plaque

(NucleoSpin™ Virus Binding Plate) - Les identifier et les placer sur un MN Square-Well Block.

6. Transférer la totalité du lysat de l’échantillon sur les colonnes - Fermer à l’aide d’un film adhésif - Centrifuger 2 minutes à

5600 × g - Transférer les colonnes sur un autre MN Square-Well Block ou sur des puits non utilisés.

7. Distribuer 500 µL de buffer RAW dans chaque colonne - Fermer à l’aide d’un film adhésif - Centrifuger 2 minutes à 5600 × g -

Transférer les colonnes sur un autre MN Square-Well Block ou sur des puits non utilisés.

8. Distribuer 700 µL de buffer RAV3 (reconstitué) dans chaque colonne - Fermer à l’aide d’un film adhésif - Centrifuger 2 minutes à

5600 × g - Transférer les colonnes sur un autre MN Square-Well Block ou sur des puits non utilisés.

9. Distribuer 700 µL de buffer RAV3 (reconstitué) dans chaque colonne - Fermer à l’aide d’un film adhésif - Centrifuger 15 minutes

à 5600 × g.

10. Transférer les colonnes sur des barrettes d’élution ou une plaque d’élution - Distribuer 80 µL d’eau DNase/RNase-free

préchauffée à 70°C - Fermer à l’aide d’un film adhésif.

11. Incuber 1 à 2 minutes à température ambiante.

12. Centrifuger 2 minutes à 5600 × g pour éluer - Jeter les colonnes - Boucher et conserver les tubes d’élution.

Maintenir les éluâts obtenus entre 2°C et 8°C si la PCR est réalisée tout de suite ou les conserver en dessous de −16°C.

thermofisher.com/support | thermofisher.com/askaquestion

thermofisher.com

5 mai 2017

Documentation et support

Service clientèle et assistance technique

Support technique : rendez-vous sur thermofisher.com/askaquestion

Visiter thermofisher.com/support pour avoir accès aux dernières nouveautés relatives aux services et à l'assistance technique,

notamment :

• Numéros de téléphone partout dans le monde

• Commande et Support web

• Guides de l’utilisateur, manuels et protocoles

• Certificats d’analyse

• Fiches de Données de Sécurité (FDS, également appelées FS (Fiches Signalétiques))

Remarque : Pour les FDS relatives aux réactifs et aux produits chimiques d'autres fabricants, contacter chaque fabricant.

Garantie produit limitée

Life Technologies Corporation et ses filiales garantissent leurs produits selon les termes et conditions générales de ventes disponibles

sur le site www.thermofisher.com/us/en/home/global/terms-and-conditions. Si vous avez des questions, vous pouvez prendre contact

avec Life Technologies à l'adresse web suivante : thermofisher.com/support.

Les informations contenues dans ce guide sont susceptibles d’être modifiées sans préavis.

CLAUSE DE NON-RESPONSABILITÉ : DANS LA MESURE PERMISE PAR LA LOI, LIFE TECHNOLOGIES ET/OU SA OU SES FILIALE(S) NE SAURAIENT ÊTRE TENUES RESPON-

SABLES DE DOMMAGES SPÉCIAUX, ACCESSOIRES, INDIRECTS, PUNITIFS, MULTIPLES OU CONSÉCUTIFS LIÉS AU PRÉSENT DOCUMENT OU A SON USAGE OU EN RÉSULTANT.

Historique des révisions : Pub. Nº MAN0008712 (français)

Révision

Date

Description

B.0

5 mai 2017

Mise à jour sur le modèle du document en cours, avec mises à jour associées à la garantie, aux marques et aux logos.

A.0 06 février 2014

Base de référence pour l’historique de révision

Personne morale : Life Technologies Corporation | Carlsbad, CA 92008 États-Unis | Numéro gratuit aux États-Unis 1 800 955 6288

NucleoSpin est une marque de MACHEREY-NAGEL GMBH & Co. QIAamp et QIAGEN sont des marques de QIAGEN GmbH.

Thermo Fisher Scientific VetMAX European BTV Typing Kit Mode d'emploi

Marque: Thermo Fisher Scientific

Modèle: VetMAX European BTV Typing Kit

Taper: Mode d'emploi

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